Concordancia entre los métodos de flotación con sulfato de zinc y sedimentación centrífuga para el diagnóstico de parásitos intestinales

Elizabete de Jesus Inês, Flavia Thamiris Figueiredo Pacheco, Milena Carneiro Pinto, Patrícia Silva de Almeida Mendes, Hugo da Costa-Ribeiro Jr, Neci Matos Soares, Márcia Cristina Aquino Teixeira, .

Palabras clave: parásitos intestinales/diagnóstico, niño, flotación, , sedimentación

Resumen

Introducción. El diagnóstico de infecciones parasitarias intestinales depende de la carga de parásitos, la densidad de la gravedad específica de los huevos, ooquistes o quistes de parásitos, y de la densidad y viscosidad de los reactivos de flotación o sedimentación usados para procesar las heces.
Objetivo. Evaluar la concordancia entre el método de flotación de sulfato de zinc y la sedimentación por centrifugación en la recuperación de parásitos en muestras fecales de niños.
Materiales y métodos. Se evaluaron las muestras fecales de 330 niños de guarderías mediante las técnicas de flotación con sulfato de zinc y de sedimentación por centrifugación. Se determinó la frecuencia de detección de parásitos con cada método y se evaluó la concordancia entre las técnicas de diagnóstico mediante el índice kappa, con intervalos de confianza del 95 %.
Resultados. Mediante la flotación fecal con sulfato de zinc, se diagnosticó un número significativamente mayor de casos de infección por Trichuris trichiura que con la sedimentación por centrifugación (39/330; 11,8 % Vs. 13/330; 3,9 %) (p<0,001), con poco acuerdo entre los métodos (kappa=0,264; IC95% 0,102-0,427). Además, todas las muestras positivas para huevos de Enterobius vermicularis (n=5) y larvas de Strongyloides stercoralis (n=3) se diagnosticaron solamente por sulfato de zinc. No se observaron diferencias estadísticamente significativas entre los métodos para la identificación de protozoos.
Conclusiones. La flotación centrífuga en una solución de sulfato de zinc presentó una probabilidad significativamente mayor de detectar los huevos livianos de helmintos como T. trichiura y E. vermicularis en heces, que el proceso de sedimentación por centrifugación.

Descargas

La descarga de datos todavía no está disponible.
  • Elizabete de Jesus Inês Departamento de Análises Clínicas e Toxicológicas, Faculdade de Farmácia, Universidade Federal da Bahia, Bahia, Brasil
  • Flavia Thamiris Figueiredo Pacheco Departamento de Análises Clínicas e Toxicológicas, Faculdade de Farmácia, Universidade Federal da Bahia, Bahia, Brasil
  • Milena Carneiro Pinto Departamento de Análises Clínicas e Toxicológicas, Faculdade de Farmácia, Universidade Federal da Bahia, Bahia, Brasil
  • Patrícia Silva de Almeida Mendes Centro Pediátrico Professor Hosannah de Oliveira, CPPHO, Universidade Federal da Bahia, Salvador, Bahia, Brasil
  • Hugo da Costa-Ribeiro Jr Centro Pediátrico Professor Hosannah de Oliveira, CPPHO, Universidade Federal da Bahia, Salvador, Bahia, Brasil
  • Neci Matos Soares Departamento de Análises Clínicas e Toxicológicas, Faculdade de Farmácia, Universidade Federal da Bahia, Bahia, Brasil
  • Márcia Cristina Aquino Teixeira Departamento de Análises Clínicas e Toxicológicas, Faculdade de Farmácia, Universidade Federal da Bahia, Bahia, Brasil
    Departamento de Análises Clínicas e Toxicológicas, Professora Adjunto III, Parasitologia Clínica

Citas

John DT, Petri WA. Markell and Voge’s Medical Parasitology. Ninth edition. Noida India: Saunders Elsevier; 2009. p. 463.

Collier L, Balows A, Sussman M. Topley and Wilson’s Microbiology and Microbial Infections: Parasitology. Tenth edition. Washington, D.C.: Hodder Arnold; 2005. p. 912.

Garcia LS. Diagnostic Medical Parasitology. Fifth edition. Washington, D.C.: ASM Press; 1997. p. 937.

Cringoli G, Rinaldi L, Maurelli MP, Utzinger J. FLOTAC: New multivalent techniques for qualitative and quantitative copromicroscopic diagnosis of parasites in animals and humans. Nat Protoc. 2010;5:503-15. http://dx.doi.org/10. 1038/nprot.2009.235

Katagiri S, Oliveira-Sequeira TC. Comparison of three concentration methods for the recovery of canine intestinal parasites from stool samples. Exp Parasitol. 2010;126:214-6. http://dx.doi.org/10.1016/j.exppara.2010.04.027

Tello R, Terashima A, Marcos LA, Machicado J, Canales M, Gotuzzo E. Highly effective and inexpensive parasitological technique for diagnosis of intestinal parasites in developing countries: Spontaneous sedimentation technique in tube. Int J Infect Dis. 2012;16:414-6. http://dx.doi.org/10.1016/j.ijid.2011.12.017

Pacheco FT, Silva RK, Martins AS, Oliveira RR, Alcântara-Neves NM, Silva MP, et al. Differences in the detection of Cryptosporidium and Isospora (cystoisospora) oocysts according to the fecal concentration or staining method used in a clinical laboratory. J Parasitol. 2013;99:1002-8. http://dx.doi.org/10.1645/12-33.1

Rocha NO, Portela RW, Camargo SS, Souza WR, Carvalho GC, Bahiense TC. Comparison of two coproparasitological techniques for the detection of Platynosomum sp. infection in cats. Vet Parasitol. 2014;29:392-5. http://dx.doi.org/10. 1016/j.vetpar.2014.04.022

Faust EC, Sawitz W, Tobie J, Odom V, Peres C, Lincicome DR. Comparative efficiency of various techniques for the diagnosis of protozoa and helminth in feces. J Parasitol. 1939;25:241-62.

Landis JR, Koch GG. The measurement of observer agreement for categorical data. Biometrics. 1977;33:159-74.

Zajac AM, Johnson J, King SE. Evaluation of the importance of centrifugation as a component of zinc sulphate fecal flotation examinations. J Am Anim Hosp Assoc. 2002;38:221-4. http://dx.doi.org/10.5326/0380221

Eymael D, Schuh GM, Tavares RG. Padronização do diagnóstico de Blastocystis spp. por diferentes técnicas de coloração. Rev Soc Bras Med Trop. 2010;43:309-12. http://dx.doi.org/10.1590/S0037-86822010000300019

Pirajá SC, Jeremiah S. Blastocystis: Taxonomy, biology and virulence. Trop Parasitol. 2013;3:17-25. http://dx.doi.org/10.4103/2229-5070.113894

Tan KS. Blastocystis in humans and animals: New insights modern methodologies. Vet Parasitol. 2004;126:121-44. http://dx.doi.org/10.1016/j.vetpar.2004.09.017

Stenzel DJ, Boreham PFL, McDougall R. Blastocystis hominis revisited. Clin Microbiol Rev. 1996;9:563-84.

Alarcón RSR, Amato Neto V, Gakiya E, Bezerra RC. Observações sobre Blastocystis hominis e Cyclospora cayetanensis em exames parasitológicos efetuados rotineiramente. Rev Soc Bras Med Trop. 2007;40:253-5. http://dx.doi.org/10.1590/S0037-86822007000200024

Amato Neto VA, Alarcón RS, Gakiya E, Bezerra RC, Ferreira CS, Braz LM. Blastocistose: controvérsias e indefinições. Rev Soc Bras Med Trop. 2003;36:515-7. http://dx.doi.org/10.1590/S0037-8682200300 0400014

Bhat SA, Dixit M, Juyal PD, Singh NK. Comparison of nested PCR and microscopy for the detection of cryptosporidiosis in bovine calves. J Parasit Dis. 2014;38:101-5. http://dx.doi.org/10.1007/s12639-012-0201-5

Scandrett WB, Gajadhar AA. Recovery of putative taeniid eggs from silt in water associated with an outbreak of bovine cysticercosis. Can Vet J. 2004;45:758-60.

Sawitz W. The buoyancy of certain nematode eggs. J Parasitol. 1942;28:95-102.

David ED, Lindquist WD. Determination of the specific gravity of certain helminth eggs using sucrose density gradient centrifugation. J Parasitol. 1982;68:916-9.

Mara D, Horan NJ. The handbook of water, wastewater and microbiology. Amsterdam: Academic Press; 2003.

Graham DF. A device for the diagnostic on the Enterobius vermicularis infection. Am J Trop Med Hyg. 1941;21:150-1.

Moraes RG. Contribuição para o estudo do Strongyloides stercoralis e da estrongiloidose no Brasil. Rev Serv Espec Saúde Pública 1948;1:507-624.

Cómo citar
Inês, E. de J., Pacheco, F. T. F., Pinto, M. C., Mendes, P. S. de A., da Costa-Ribeiro Jr, H., Soares, N. M., & Teixeira, M. C. A. (2016). Concordancia entre los métodos de flotación con sulfato de zinc y sedimentación centrífuga para el diagnóstico de parásitos intestinales. Biomédica, 36(4), 519-524. https://doi.org/10.7705/biomedica.v36i4.2799
Publicado
2016-12-01
Sección
Artículos originales