Concordancia entre gota gruesa, inmunocromatografía y reacción en cadena de la polimerasa para el diagnóstico de malaria
Palabras clave:
Plasmodium, malaria/diagnóstico, técnicas y procedimientos diagnósticos, valor diagnóstico de las pruebas, sensibilidad y especificidad, reacción en cadena de la polimerasa
Resumen
Introducción. El diagnóstico oportuno y efectivo del paludismo, o malaria, son condiciones determinantes para hacer un tratamiento adecuado de la enfermedad y un control de la misma.
Objetivo. Se evaluó la concordancia de la sensibilidad, especificidad, valor diagnóstico positivo y negativo de una prueba rápida y de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), con la prueba estándar, la gota gruesa, para el diagnóstico de la malaria.
Materiales y métodos. Se analizó una población de 100 pacientes con signos y síntomas indicativos de paludismo, procedentes de las zonas de Urabá, Córdoba, Bajo Cauca y de otras regiones de Colombia, como Valle, Chocó y Vichada, todas áreas endémicas de la enfermedad.
A cada paciente se le practicó una gota gruesa, la prueba rápida OptiMAL® y la amplificación a través de una PCR de secuencias de ADN específicas para género y paraPlasmodium falciparum y Plasmodium vivax.
Resultados. La sensibilidad de la prueba rápida frente a la gota gruesa, para el diagnóstico de ambas especies de Plasmodium fue de 93,85% (IC95% 87,23-100) y la especificidad de 94,29% (IC95% 85,17-100).
La PCR comparada con la gota gruesa mostró una sensibilidad de 100% (IC95% 99,23-100) y una especificidad de 97,14% (IC95% 90,19-100).
Conclusiones. Estos hallazgos muestran que la sensibilidad y especificidad de la prueba rápida y la PCR para el diagnóstico de malaria son comparables con el examen al microscopio de la gota gruesa, recomendada por su eficacia y bajo costo.
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Referencias bibliográficas
1. World Health Organization. World Malaria Report. RBM/WHO/ UNICEF. Geneva: WHO; 2005.
2. Hay SI, Guerra CA, Tótem AJ, Noor AM, Snow RW. The global distribution and population at risk of malaria past, present and future. Lancet Infect Dis. 2004; 4:327-36.
3. Dirección Seccional de Salud de Antioquia. Eventos de vigilancia epidemiológica. Revista Epidemiológica de Antioquia. 2006;28:39-40.
4. Instituto Nacional de Salud. Tablas de notificación semanal obligatoria. Semana 52 de 2006. Consultado: agosto de 2007. Disponible en: http://www.ins.gov.co/pdf/vcsp/Tablas/2006/2006_semana_52.pdf
5. Aron JL. Malaria epidemiology and detectability. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1982;76:595-601.
6. Ndao M, Bandyayera E, Kokoskin E, Gyorkos TW, MacLean JD, Ward BJ. Comparison of blood smear, antigen detection, and nested- PCR methods for screening refugees from regions where malaria is endemic after a malaria outbreak in Quebec, Canada. J Clin Microbiol. 2004;42:2694-700.
7. Perandin F, Manca G, Piccolo A, Calderaro A, Galati L, Ricci L, et al. Identification of Plasmodium falciparum, P. vivax, P. ovale and P. malariae and detection of mixed infection in patients with imported malaria in Italy. New Microbiol. 2003;26:91-100.
8. Barat L, Chipipa J, Kolczak M, Sukwa T. Does the availability of blood slide microscopy for malaria at health centers improve the management of persons with fever in Zambia? Am J Trop Med Hyg. 1999; 60:1024-30.
9. Garcia M, Marlborough D, Leafasia J, Rieckmann KH.Immunochromatographic test for malaria diagnosis. Lancet. 1996;347:1549.
10. Craig MH, Sharp BL. Comparative evaluation of four techniques for the diagnosis of Plasmodium falciparum infections. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1997;91:279-82.
11. Stow NW, Torrens JK, Walker J. An assessment of the accuracy of clinical diagnosis, local microscopy, and a rapid immunochromatographic card test in comparison with expert microscopy in the diagnosis of malaria in rural Kenya. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1999;93:519-20.
12. Moody A. Rapid diagnostic tests for malaria parasites. Clin Microbiol Rev. 2002;15:66-78.
13. Coleman RE, Maneechai N, Rachapaew N, Kumpitak C, Soyseng V, Mille RS, et al. Field evaluation of the ICT Malaria Pf/Pv immunochromatographic test for the detection of asymptomatic malaria in a Plasmodium falciparum/vivax endemic area in Thailand. Am J Trop Med Hyg. 2002;66 :379-83.
14. World Health Organization. Malaria rapid diagnosis, making it work meeting. Informal consultation on field trials and quality assurance on malaria rapid diagnostic test. 20-23 January 2003. World Health Organization, Regional Office for the Western Pacific. Geneva: WHO; 2003.
15. Palmer CJ, Lindo JF, Klaskala WI, Quesada JA, Kaminsky R, Baum MK, et al. Evaluation of the OptiMAL test for rapid diagnosis of Plasmodium vivax and Plasmodium falciparum malaria. J Clin Microbiol. 1998;36:203-6..
16. Iqbal J, SherA, Hira PR, Al-Owaish R. Comparison of the OptiMAL test with PCR for diagnosis of malaria in immigrants. J Clin Microbiol. 1999;37:3644-6.
17. Piper R, Lebras J, Wentworth L, Hunt-Cooke A, Houze S, Chiodini P, et al. Immunocapture diagnostic assays for malaria using Plasmodium lactate dehydrogenase (pLDH). Am J Trop Med Hyg. 1999; 60: 109-18.
18. Iqbal J, Muneer A, Khalid N, Ahmed MA. Performance of the OptiMAL test for malaria diagnosis among suspected malaria patients at the rural health centers. Am J Trop Med Hyg. 2003;68:624-8.
19. Palmer CJ, Bonilla JA, Bruckner DA, Barnett ED, Millar NS, Haseeb MA, et al. Multicenter study to evaluate the OptiMAL test for rapid diagnosis of malaria in U.S hospitals. J Clin Microbiol. 2003;41:5178-82.
20. Kolaczinski J, Mohammed N, Ali I, Ali M, Khan N, Ezard N, et al. Comparison of the OptiMAL rapid antigen test with field microscopy for the detection of Plasmodium vivax and P. falciparum: considerations for the application of the rapid test in Afghanistan. Ann Trop Med Parasitol. 2004;98:15-20.
21. Kain KC, Lanar DE. Determination of genetic variation within Plasmodium falciparum by using enzymatically amplified DNA from filter paper disks impregnated with whole blood. J Clin Microbiol. 1991;29:1171-4.
22. Kain KC, Brown AE, Mirabelli L, Webster HK. Detection of Plasmodium vivax by polymerase chain reaction in a field study. J Infect Dis. 1993;168:1323-6.
23. Roper C, Elhassan IM, Hviid L, Giha H, Richardson W, Babiker H, et al. Detection of very low level Plasmodium falciparum infections using the nested polymerase chain reaction and a reassessment of the epidemiology of unstable malaria in Sudan. Am J Trop Med Hyg. 1996;54:325-31.
24. Tan TM, Nelson JS, Ng HC, Ting RC, Kara UA. Direct PCR amplification and sequence analysis of ex-trachromosomal Plasmodium DNA from dried blood spots. Acta Trop. 1997;68:105-14.
25. Tham JM, Lee SH, Tan TM, Ting RC, Kara UA. Detection and species determination of malaria parasites by PCR: comparison with microscopy and with ParaSight-F and ICT Malaria Pf tests in a clinical environment. J Clin Microbiol.1999;37:1269-73. 26. Fischer A, Lejczak C, Lambert C, Servais J, Makombe N, Rusine J, et al. Simple DNA extraction method for dried blood spots and comparison of two PCR assays for diagnosis of vertical human immunodeficiency virus type 1 transmission in Rwanda. J Clin Microbiol. 2004;42:16-20.
27. Altschul SF, Madden TL, Schaffer A, Zhang J, Zhang Z, Miller W, et al. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res. 1997;25:3389-402.
28. Saiki RK, Scharf S, Faloona F, Mullis KB, Horn GT, Erlich HA, et al. Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for the diagnosis of sickle-cell anemia. Biotechnology. 1992;24,476-80.
29. Morassin B, Fabre R, Berry A, Magnaval JF. One years experience of polymerase chain reaction as a routine method for the diagnosis of imported malaria. Am J Trop Med Hyg. 2002;66:503-8.
30. Mendoza NM, Montoya R, García M, Padilla JC, Bruzón LO, Mendoza E, et al. Evaluación de campo de una prueba rápida para el diagnóstico de malaria. Biomédica. 2001;21:313-9.
31. Ferro BE, González IJ, de Carvajal F, Palma GI, Saravia N. Performance of OptiMAL ® in the Diagnosis of Plasmodium vivax and Plasmodium falciparum infection in malaria referral center in Colombia. Mem Inst Oswaldo Cruzi. 2002;97:731-5.
32. van den Broek I, Hill O, Gordillo F, Angarita B, Hamade P, Counihan H, et al. Evaluation of three rapid tests for diagnosis of P. falciparum and P. vivax malaria in Colombia. Am J Trop Med Hyg. 2006;75:1209-15.
33. Londoño B, Carmona J, Blair S. Comparación de los métodos Optimal ® y gota gruesa para el diagnóstico de malaria en una zona endémica sin epidemia. Biomédica.2002;22:466-75.
34. Humar A, Harrington MA, Pillai D, Kain KC. ParaSightTM-Ftest compared with the polymerasechain reaction and microscopy for the diagnosis of P. falciparum malaria in travelers. Am J Trop Med Hyg. 1997;56:44-8.
35. Tjitra E, Suprianto S, McBroom J, Currie BJ, Anstey NM. Persistent ICT Malaria Pf/Pv panmalarial and HRP2 antigen reactivity after treatment of Plasmodium falciparum malaria is associated with gametocytemia and results in false-positive diagnosis of P. vivax in convalescence. J Clin Microbiol. 2001;39:1025-31.
2. Hay SI, Guerra CA, Tótem AJ, Noor AM, Snow RW. The global distribution and population at risk of malaria past, present and future. Lancet Infect Dis. 2004; 4:327-36.
3. Dirección Seccional de Salud de Antioquia. Eventos de vigilancia epidemiológica. Revista Epidemiológica de Antioquia. 2006;28:39-40.
4. Instituto Nacional de Salud. Tablas de notificación semanal obligatoria. Semana 52 de 2006. Consultado: agosto de 2007. Disponible en: http://www.ins.gov.co/pdf/vcsp/Tablas/2006/2006_semana_52.pdf
5. Aron JL. Malaria epidemiology and detectability. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1982;76:595-601.
6. Ndao M, Bandyayera E, Kokoskin E, Gyorkos TW, MacLean JD, Ward BJ. Comparison of blood smear, antigen detection, and nested- PCR methods for screening refugees from regions where malaria is endemic after a malaria outbreak in Quebec, Canada. J Clin Microbiol. 2004;42:2694-700.
7. Perandin F, Manca G, Piccolo A, Calderaro A, Galati L, Ricci L, et al. Identification of Plasmodium falciparum, P. vivax, P. ovale and P. malariae and detection of mixed infection in patients with imported malaria in Italy. New Microbiol. 2003;26:91-100.
8. Barat L, Chipipa J, Kolczak M, Sukwa T. Does the availability of blood slide microscopy for malaria at health centers improve the management of persons with fever in Zambia? Am J Trop Med Hyg. 1999; 60:1024-30.
9. Garcia M, Marlborough D, Leafasia J, Rieckmann KH.Immunochromatographic test for malaria diagnosis. Lancet. 1996;347:1549.
10. Craig MH, Sharp BL. Comparative evaluation of four techniques for the diagnosis of Plasmodium falciparum infections. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1997;91:279-82.
11. Stow NW, Torrens JK, Walker J. An assessment of the accuracy of clinical diagnosis, local microscopy, and a rapid immunochromatographic card test in comparison with expert microscopy in the diagnosis of malaria in rural Kenya. Trans R Soc Trop Med Hyg. 1999;93:519-20.
12. Moody A. Rapid diagnostic tests for malaria parasites. Clin Microbiol Rev. 2002;15:66-78.
13. Coleman RE, Maneechai N, Rachapaew N, Kumpitak C, Soyseng V, Mille RS, et al. Field evaluation of the ICT Malaria Pf/Pv immunochromatographic test for the detection of asymptomatic malaria in a Plasmodium falciparum/vivax endemic area in Thailand. Am J Trop Med Hyg. 2002;66 :379-83.
14. World Health Organization. Malaria rapid diagnosis, making it work meeting. Informal consultation on field trials and quality assurance on malaria rapid diagnostic test. 20-23 January 2003. World Health Organization, Regional Office for the Western Pacific. Geneva: WHO; 2003.
15. Palmer CJ, Lindo JF, Klaskala WI, Quesada JA, Kaminsky R, Baum MK, et al. Evaluation of the OptiMAL test for rapid diagnosis of Plasmodium vivax and Plasmodium falciparum malaria. J Clin Microbiol. 1998;36:203-6..
16. Iqbal J, SherA, Hira PR, Al-Owaish R. Comparison of the OptiMAL test with PCR for diagnosis of malaria in immigrants. J Clin Microbiol. 1999;37:3644-6.
17. Piper R, Lebras J, Wentworth L, Hunt-Cooke A, Houze S, Chiodini P, et al. Immunocapture diagnostic assays for malaria using Plasmodium lactate dehydrogenase (pLDH). Am J Trop Med Hyg. 1999; 60: 109-18.
18. Iqbal J, Muneer A, Khalid N, Ahmed MA. Performance of the OptiMAL test for malaria diagnosis among suspected malaria patients at the rural health centers. Am J Trop Med Hyg. 2003;68:624-8.
19. Palmer CJ, Bonilla JA, Bruckner DA, Barnett ED, Millar NS, Haseeb MA, et al. Multicenter study to evaluate the OptiMAL test for rapid diagnosis of malaria in U.S hospitals. J Clin Microbiol. 2003;41:5178-82.
20. Kolaczinski J, Mohammed N, Ali I, Ali M, Khan N, Ezard N, et al. Comparison of the OptiMAL rapid antigen test with field microscopy for the detection of Plasmodium vivax and P. falciparum: considerations for the application of the rapid test in Afghanistan. Ann Trop Med Parasitol. 2004;98:15-20.
21. Kain KC, Lanar DE. Determination of genetic variation within Plasmodium falciparum by using enzymatically amplified DNA from filter paper disks impregnated with whole blood. J Clin Microbiol. 1991;29:1171-4.
22. Kain KC, Brown AE, Mirabelli L, Webster HK. Detection of Plasmodium vivax by polymerase chain reaction in a field study. J Infect Dis. 1993;168:1323-6.
23. Roper C, Elhassan IM, Hviid L, Giha H, Richardson W, Babiker H, et al. Detection of very low level Plasmodium falciparum infections using the nested polymerase chain reaction and a reassessment of the epidemiology of unstable malaria in Sudan. Am J Trop Med Hyg. 1996;54:325-31.
24. Tan TM, Nelson JS, Ng HC, Ting RC, Kara UA. Direct PCR amplification and sequence analysis of ex-trachromosomal Plasmodium DNA from dried blood spots. Acta Trop. 1997;68:105-14.
25. Tham JM, Lee SH, Tan TM, Ting RC, Kara UA. Detection and species determination of malaria parasites by PCR: comparison with microscopy and with ParaSight-F and ICT Malaria Pf tests in a clinical environment. J Clin Microbiol.1999;37:1269-73. 26. Fischer A, Lejczak C, Lambert C, Servais J, Makombe N, Rusine J, et al. Simple DNA extraction method for dried blood spots and comparison of two PCR assays for diagnosis of vertical human immunodeficiency virus type 1 transmission in Rwanda. J Clin Microbiol. 2004;42:16-20.
27. Altschul SF, Madden TL, Schaffer A, Zhang J, Zhang Z, Miller W, et al. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res. 1997;25:3389-402.
28. Saiki RK, Scharf S, Faloona F, Mullis KB, Horn GT, Erlich HA, et al. Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for the diagnosis of sickle-cell anemia. Biotechnology. 1992;24,476-80.
29. Morassin B, Fabre R, Berry A, Magnaval JF. One years experience of polymerase chain reaction as a routine method for the diagnosis of imported malaria. Am J Trop Med Hyg. 2002;66:503-8.
30. Mendoza NM, Montoya R, García M, Padilla JC, Bruzón LO, Mendoza E, et al. Evaluación de campo de una prueba rápida para el diagnóstico de malaria. Biomédica. 2001;21:313-9.
31. Ferro BE, González IJ, de Carvajal F, Palma GI, Saravia N. Performance of OptiMAL ® in the Diagnosis of Plasmodium vivax and Plasmodium falciparum infection in malaria referral center in Colombia. Mem Inst Oswaldo Cruzi. 2002;97:731-5.
32. van den Broek I, Hill O, Gordillo F, Angarita B, Hamade P, Counihan H, et al. Evaluation of three rapid tests for diagnosis of P. falciparum and P. vivax malaria in Colombia. Am J Trop Med Hyg. 2006;75:1209-15.
33. Londoño B, Carmona J, Blair S. Comparación de los métodos Optimal ® y gota gruesa para el diagnóstico de malaria en una zona endémica sin epidemia. Biomédica.2002;22:466-75.
34. Humar A, Harrington MA, Pillai D, Kain KC. ParaSightTM-Ftest compared with the polymerasechain reaction and microscopy for the diagnosis of P. falciparum malaria in travelers. Am J Trop Med Hyg. 1997;56:44-8.
35. Tjitra E, Suprianto S, McBroom J, Currie BJ, Anstey NM. Persistent ICT Malaria Pf/Pv panmalarial and HRP2 antigen reactivity after treatment of Plasmodium falciparum malaria is associated with gametocytemia and results in false-positive diagnosis of P. vivax in convalescence. J Clin Microbiol. 2001;39:1025-31.
Cómo citar
1.
Montoya AE, Menco J, Osorio N, Zuluaga MA, Duque J, Torres G, et al. Concordancia entre gota gruesa, inmunocromatografía y reacción en cadena de la polimerasa para el diagnóstico de malaria. biomedica [Internet]. 1 de junio de 2008 [citado 17 de abril de 2024];28(2):252-61. Disponible en: https://revistabiomedica.org/index.php/biomedica/article/view/96
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